肾内肾素—血管紧张素系统(renin—angiotensin system，RAS)的局部激活是多种慢性肾脏病变发生发展过程中的主要特点，血管紧张素Ⅱ(AngiotensinⅡ，AngⅡ)作为该系统的效应因子在机体血容量、血流动力学及内环境稳态的调节中发挥主导作用。已有研究表明肾内局部升高的AngⅡ水平与高血压、糖尿病时肾脏病变的发生发展关系密切。 研究发现肾内局部升高的AngⅡ不仅可以导致球内高压，同时还具有生长因子和炎症因子的作用，致使肾小球发生硬化病变。肾小球内皮细胞(Glomerular Endothelial Cells，GECs)又称肾脏微血管内皮细胞，是肾小球滤过屏障的重要组成部分，承受着远高于一般毛细血管的血压，是血液内的致病因子以及血液动力学变化易损伤的靶细胞，受损激活后可分泌单核细胞趋化因子(monocyte chemoattractant protein—1，MCP—1)等多种炎症因子。目前有关AngⅡ是否会诱导肾小球内皮细胞发生炎症反应及其对增殖和凋亡作用方面的研究，尚未见报道。 血管活性肽AngⅡ可激活多条细胞内信号通路，刺激细胞内活性氧基团(reactive oxygen species，ROS)的生成。细胞内ROS的主要来源是通过还原型烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(NADPH)氧化酶系统的活化，使活性氧基团ROS生成增加。P47phox蛋白是NADPH氧化酶的亚基，对NADPH氧化酶的活化起到重要作用。ROS作为极其重要的细胞内信使，与多条信号通路的活化相关。核因子—κB(Nuclear factor—κB，NF—κB)的活化，可上调多种相关炎性因子的表达。p38MAPK信号通路的激活，不仅在炎症、应激反应中具有重要作用，还参与细胞的存活、分化和凋亡等过程。AngⅡ的作用主要通过AT1和AT2两种类型受体所介导，在成人肾脏组织中，AT1受体分布广泛，而AT2受体分布很少。AngⅡ在心血管系统中的作用主要通过AT1受体介导。 目前有关AngⅡ对血管内皮细胞结构和功能影响的研究愈来愈受到重视，本实验主要从炎症、增殖和凋亡方面探讨AngⅡ对大鼠肾小球内皮细胞的作用及其相关机制，以及AT1受体拮抗剂替米沙坦对其作用的影响。 实验方法： 1、大鼠肾小球内皮细胞的分离培养与鉴定 SD胎大鼠(20-30g)无菌条件下取双肾，剥去被膜，眼科剪剪下肾皮质部分子培养皿中，剪碎后经尼龙筛网滤过，采用胰蛋白酶消化法进行原代细胞培养。第3—5代细胞用于实验。细胞的鉴定采用形态学观察法和免疫荧光法检测第Ⅷ因子相关抗原。 2、Western Blot法检测RGECs的MCP—1、p47phox蛋白表达 收集各组细胞，经RIPA裂解液提取细胞总蛋白，以Lowry法检测总蛋白浓度。电泳后，将蛋白转印到PVDF膜上，5％脱脂奶粉室温封闭2 h，分别加入MCP—1、p47phox一抗(1：200)4℃孵育过夜，二抗(1：2000)37℃孵育2h，DAB显色，观察结果。扫描PVDF膜并对其进行灰度值测定，对比各组间蛋白表达的差异，以β—actin作为对照。 3、RT-PCR法检测AT1受体mRNA水平 应用Trizol提取各组细胞总RNA，紫外分光光度计测定RNA的A260/A280比值，琼脂糖凝胶电泳证实所提RNA的完整性。RT和PCR反应按照说明书进行操作，PCR产物5μL用2％琼脂糖凝胶电泳进行检测，采用凝胶成像分析系统进行半定量分析，紫外灯下观察结果并拍照。 4、细胞内活性氧ROS的测定 采用2’，7’二氯荧光黄双乙酸盐(DCFH—DA)荧光染色检测ROS。DCFH—DA本身没有荧光，但可以自由穿过细胞膜，进入细胞内后，细胞内的ROS可以氧化无荧光的DCFH生成有荧光的DCF。将培养的细胞接种于铺有盖玻片的24孔板中，给予AngⅡ(10-5mol/L)作用不同时间(0 min、5 nun、10 min、15 min、20min)后，用无血清的培养基清洗细胞两次，加入DCFH—DA(1:1000稀释)到24孔板中，37℃孵育箱中孵育20 min，荧光共聚焦显微镜观察细胞内ROS的荧光强度(激发波长488 nm，发射波长525 nm)。 5、免疫荧光法检测NF—κ B活化 将培养的细胞接种于铺有盖玻片的24孔板中，给予AngⅡ(10-5mol/L)作用不同时间(0 min、15 min、30 nun、45 min)后，细胞用4％多聚甲醛固定10min，PBS洗后，滴加0.1％ Triton—100“打孔”，室温10min；PBS洗；5％BSA封闭10 min，弃去不洗，滴一抗(1：300)，4℃孵育过夜；PBS洗，滴加FITC标记二抗(1:100)，室温1h，PBS洗，90％甘油封片。荧光显微镜下观察。 6、MTT法检测大鼠GECs的增殖率 GECs以2×103个/孔的密度接种至96孔板，80％融合后无血清培养液静置12h，分组继续培养。24h后每孔加入MTT溶液(5g/L)20μl，继续孵育4h，终止培养。吸弃孔中的培养上清，每孔加入150μl DMSO，振荡10 min，酶联免疫检测分析仪测定各组吸光度(OD值)，并计算细胞增值率。 7、AV/PI法流式细胞仪检测大鼠GECs的凋亡率 GECs以5×105个/瓶传代至25mL的培养瓶中，待融合后无血清培养液静置12h，分组继续培养24 h后，消化收集细胞，将其吹打成单细胞悬液，离心弃上清，用PBS漂洗，再离心，再漂洗后以100目筛网过滤，然后再离心加入细胞凋亡检测AV-PI(磷脂酰丝氨酸结合蛋白联合碘化丙啶双标记)工作液0.5ml，终浓度为10mg/L，室温避光30min后，进行流式细胞仪检测，计数凋亡细胞率。 8、统计学分析 采用SPSS17.0统计软件处理，计量资料以均数±标准差(x±s)表示，采用one—way ANOVA分析，组间比较采用LSD检验，P<0.05为差异有统计学意 结论： 1、AngⅡ促进RGECs的MCP—1表达，在一定范围内呈剂量依赖效应； 2、AngⅡ上调RGECs的AT1受体mRNA水平，在一定范围内呈时间依赖效 应； 3、AngⅡ上调RGECs的p47phox蛋白表达，通过NADPH氧化酶依赖的ROS生成途径促进NF—κB的活化； 4、AT1受体拮抗剂替米沙坦可抑制AngⅡ的促炎性因子MCP—1表达作用； 5、低浓度AngⅡ促进RGECs的增殖，高浓度AngⅡ抑制RGECs增殖； 6、低浓度AngⅡ抑制RGECs的凋亡，高浓度AngⅡ促进RGECs凋亡； 7、p38MAPK信号通路参与AngⅡ对肾小球内皮细胞凋亡的调控； 8、AT1受体拮抗剂替米沙坦抑制AngⅡ所诱导的RGECs凋亡发生。