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摘要：为了快速获取高质量的藜麦基因组DNA，采用改良的CTAB法、SDS法和高盐低pH值法等3种方法分别提取藜麦不同组织（叶、茎、根部）的基因组DNA。通过琼脂糖凝胶电泳和紫外分光光度法测定比较所提DNA的质量和产量，同时进行了PCR-SSR、SSCP等分子检测。用不同方法提取藜麦不同组织部位DNA的结果表明：不同提取方法的凝胶检测条带均比较清晰，且无明显降解；改良的CTAB法所提取的DNA产率最高，SDS法其次，而高盐低pH值法最低；不同方法提取的叶片DNA产率均明显高于根部和茎部；改良的CTAB法和高盐低pH值法所提取的DNA质量较好，多酚类化合物和多糖等杂质去除得比较完全。PCR-SSR和SSCP检测结果表明：不同方法和不同组织所提取的DNA均能跑出良好的条带，适合进行后续的分子生物学研究。
关键词：藜麦；DNA提取方法；分子检测；SSR；SSCP
中图分类号： S512.901 文献标志码： A 文章编号：1002-1302（2014）04-0042-04
收稿日期：2013-08-10
基金项目：国家自然科学基金（编号：31301372）；浙江省重大科技专项计划（编号：2011C12030）；浙江农林大学创新训练计划（编号：201301004）。
作者简介：陆敏佳（1992—），女，浙江嘉兴人，研究方向为种子科学。E-mail：[email protected]。
通信作者：蒋玉蓉，博士，主要从事植物分子育种和种质创新研究。E-mail：[email protected]。藜麦（Chenopodium quinoa Willd），又称南美藜、藜谷、奎奴亚藜等，是一年生的藜科草本作物，原产于南美洲安第斯山脉海拔2 800～4 200 m的地区，分布于12°N～39°S的范围，在安第斯山脉已有5 000多年的种植历史，被印加人称为“谷物之母”[1]。藜麦蛋白质含量高，具有近乎完美的氨基酸组成，含有较高的钙磷铁，是联合国FAO唯一认定的完美营养食品，被誉为“未来的超级谷物”“营养黄金”“有机谷类之王”等[2-3]。研究表明，长期食用藜麦，对心脏病、高血压、高血糖、高血脂等有很好辅助治疗作用，此外还有增强免疫力、修复体力、补充营养、减肥等功效[4-5]。联合国大会宣布2013为“国际藜麦年”，旨在让世界更多地关注藜麦的生物多样性和营养价值在提供粮食和营养安全等方面所发挥的作用。藜麦的营养和开发利用价值在最近几十年才得到人们的广泛认识和重视。目前，藜麦的研究主要集中在生物学特性[6-7]、化学成分[8-9]、抗逆性等生理学特性[10-11]方面。与国外相比，我国对藜麦的研究还较少，尤其在藜麦分子生物学方面的研究几近空白。获取高质量的DNA样品是植物分子生物学研究的基础，而研究者对不同植物以及相同植物不同部位的DNA提取、处理方法又有所区别[12-16]，目前尚无关于藜麦基因组DNA提取方法的报道。本研究用改良的CTAB法、SDS法、高盐低pH值法3种不同方法分别提取藜麦的幼叶、茎、根部基因组DNA，同时进行SSR和SSCP等分子标记检测，旨在筛选出一种快速、简便且可获得高质量DNA分子的提取方法，为进一步开展藜麦分子生物学研究提供参考。
1材料与方法
1.1试验材料
供试材料为藜麦品种PI596293，由浙江农林大学农学院提供。叶片的采集：取种植于田间的藜麦幼嫩叶片。茎、根部的采集：取PI596293种子置于发芽纸上，在25 ℃气候箱中培养12 d，分别取茎、根部用于DNA提取。
1.2主要试剂
试验试剂：EDTA、Tris、CTAB、PVP 40、SDS、β-巯基乙醇等均购自Sigma 公司；无水乙醇、氯仿、异丙醇、氯化钠、醋酸钠、醋酸钾等为国产分析纯；TaqDNA聚合酶、dNTP、DL2000 DNA Marker 购自TaKaRa 公司；引物由华大基因公司合成。
1.3DNA提取方法
分别取约0.15 g藜麦幼嫩的叶、茎、根于2 mL离心管中（设3次重复），用长柄镊子夹住离心管管盖放入液氮中速冻5 s，取出并用插有玻璃棒的电钻快速充分研磨。
1.3.1CTAB法加入600 μL预热的CTAB提取液[含0.1 mol/L Tris-HCl（pH值8.0）、0.02 mol/L EDTA（pH值8.0）、2%CTAB、2%PVP40、1 mol/L NaCl、0.2%β-巯基乙醇]，置于65 ℃水浴50～60 min，期间颠倒混匀数次；冷却至室温后加入等体积的氯仿-异戊醇-无水乙醇（76 ∶4 ∶20），颠倒混匀后于10 000 r/min离心10 min；吸上清液，加2倍体积的冰乙醇颠倒混匀，再将絮状DNA挑出并用70%乙醇洗涤2次；风干后加入80 μL ddH2O溶解，4 ℃冰箱保存。
1.3.2SDS法加入800 μL预热的提取缓冲液[含 0.5 mol/L NaCl、0.1 mol/L Tris-HCl（pH值8.0）、0.05 mol/L EDTA（pH值8.0）、0.01 mol/Lβ-巯基乙醇]，再加入80 μL 20%SDS（使终浓度为2%），振荡混匀后置于65 ℃水浴中 30 min，不停颠倒混匀；取出静置至室温，加入0.3 mL 5 mol/L 的醋酸钾混匀，冰浴20 min后在 10 000 r/min 条件下离心10 min；加入等体积氯仿-异戊醇（24 ∶1），颠倒混匀后于12 000 r/min离心10 min；取上清液，加入0.7倍体积的预冷冰异丙醇，轻轻颠倒混匀后于-20 ℃放置20 min；12 000 r/min、常温离心10 min，收集沉淀，用70%乙醇洗2次；风干DNA并溶于60 μLddH2O中，于4 ℃保存备用。 1.3.3高盐低pH值法加入预热的1 mL提取缓冲液（含0.1 mol/L NaAc、0.05 mol/L EDTA、0.5 mol/L NaCl、25% PVP、3% SDS、1%β-巯基乙醇），于65 ℃水浴30 min；取出静置至室温后于10 000 r/min离心10 min；取上清液，加入 2/3 体积的25 mol/L KAC（pH值4.8），冰上放置30 min后于10 000 r/min离心10 min；取上清液，加入等体积的氯仿-异戊醇（24 ∶1），反复颠倒混匀后于10 000 r/min离心10 min；取上清液，加入0.6倍体积的-20 ℃异丙醇，轻轻混匀后置于-20 ℃沉淀20 min；8 000 r/min离心10 min，所得沉淀用70%乙醇洗2次；DNA风干后溶于60 μL ddH2O中，置于 4 ℃ 冰箱备用。
1.4DNA纯度、浓度及得率检测
用NanoDrop/ND1000核酸蛋白质分析仪分别测定DNA样品浓度、D260 nm/D280 nm值（≈1.8表示为纯DNA；>1.9表示有RNA污染；<1.6表明样品中存在蛋白质或酚污染）。同时计算产率，即DNA得率，公式为：DNA得率（μg/g）=DNA量（μg）/取材量（g）。各取3 μLDNA溶液，进行1%琼脂糖凝胶电泳，凝胶成像系统下观察并拍照。
1.5基因组DNA的PCR检测
参考Jarvis等的研究结果[17]，设计了SSR引物KCAA003、KAAT009。引物KCAA003的上游序列（5′→3′）为ACCTTTCGGCTGCTCAGATA，下游序列（5′→3′）为TGCTGATGTTGTTGCAGATG；引物KAAT009的上游序列（5′→3′）为AGTTGCCAACATGCAGAGC，下游序列（5′→3′）为CGACGACGCAAGACATTAGA。PCR反应体系：1.5 μL 10×PCR buffer、1 μL模板DNA、0.3μL SSR引物、0.25 μL dNTPs（10 mmol/L）、0.15 μL Taq酶、11.5 μL ddH2O。扩增程序为：94 ℃预变性5 min：94 ℃变性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃ 延伸30 s，共30个循环；72 ℃延伸10 min，4 ℃保存。扩增产物用15%琼脂糖凝胶电泳进行检测，并用凝胶成像系统拍照。
1.6SSR分子检测
取1 μL PCR扩增产物用12%非变性聚丙烯酰胺凝胶电泳进行检测，恒功率80 W，检测时间30 min。电泳结束后，将胶浸入固定液（10%乙醇、0.05%冰醋酸）中，在摇床上固定10 min，用蒸馏水冲洗2遍；然后用0.2% AgNO3染色 20 min，再用蒸馏水漂洗1～2次（不得超过30 s）；最后用显色液（含30 g/L NaOH，13.6 mL/L甲醛）显色至条带清晰，再用蒸馏水洗脱3次停显。
1.7SSCP分子检测
将PCR扩增产物与变性上样液（含98%去离子甲酰胺、pH值为8.0的10 mmol/L EDTA、0.025%二甲苯氰、0.025%溴酚蓝）按1 ∶5的比例加入0.5 mL微量离心管中，混匀。将样品在98 ℃变性10 min后立即取出，置于冰浴中骤冷 10 min。取约5 μL变性样品上样，用12%非变性聚丙烯酰胺凝胶于4 ℃恒温电泳（恒功率80 W，12 h）检测。然后进行固定、银染和显影，方法步骤同上。
2结果与分析
2.1DNA质量的凝胶电泳检测
用琼脂糖凝胶电泳检测DNA质量是一种常用的检测手段[18]。由图1可以看出：用1%琼脂糖凝胶电泳检测不同方法提取的藜麦基因组DNA的结果表明，不同组织中提取的DNA都能扩增出明显的条带，但叶片中的DNA浓度明显高于茎和根。3种方法所提取的DNA样品的浓度、纯度及得率见表1。综合分析试验可知：改良的CTAB法提取的DNA得率最高，叶片、茎、根中的DNA得率分别为824.5、209.3、254.1 μg/g；改良的SDS法提取的DNA得率次之，分别为4960、207.2、231.4 μg/g；而高盐低pH值法提取的DNA得率最低，分别为322.6、112.0、156.2 μg/g。3种方法提取的叶片DNA得率均为茎、根部的2倍以上，凝胶检测结果与分光光度计的检测结果一致。由表1还可以看出：CTAB法提取的DNA D260 nm/D280 nm介于1.7～1.8之间，说明蛋白、酚类、多糖等杂质和RNA都去除得较干净；SDS法提取的DNA D260 nm/D280 nm值表明，该法提取的基因组DNA质量较好，基本无RNA和蛋白混杂；而高盐低pH值法的D260 nm/D280 nm值表明，该法提取的叶片DNA可能有RNA污染或有降解。
2.2分子检测
2.2.2SSCP分析SSCP（single strand conformation polymorphism，单链构象多态性）是以构象为基础的检测基因组中单核苷酸变异（SNP）的一种方法，具有快速、简便、灵敏等特点，可将双链水平无法检测的DNA微小差异在单链水平上检测出来[19]。由图4可见，通过显影，不同方法提取的不同组织DNA的PCR产物在变性后均能在12%凝胶中跑出清晰条带。
3结论与讨论
植物基因组DNA的提取方法目前有CTAB、SDS、高盐低pH值法、尿素法、柠檬酸钠法等[20]。建立简单快速且能获得高质量DNA的提取方法，对利用SSR和SSCP等分子标记研究和揭示藜麦种质资源遗传多样性和遗传特征显得尤为重要。藜麦含有多糖、多酚及其他次生代谢产物[21-23]，这些次生物质在DNA提取过程中会与核酸形成复合物，影响DNA的质量和产量。本试验结果表明，改良的CTAB、SDS和高盐低pH值法提取的藜麦不同组织部位的DNA均能满足 PCR-SSR 和SSCP等后继的分子生物学分析。但不同方法提取叶片DNA的产率显著高于根和茎部，因此宜采用叶片进行藜麦基因组DNA的提取。 本研究表明，改良的CTAB法提取的基因组DNA产率最高，且较有效地去除了蛋白质和多糖物质，能够获得较纯的DNA，这与在其他植物中DNA提取方法比较的研究结果一致[20，24-26]。本试验在改良的CTAB和高盐低pH值提取液中加了PVP-40、PVP（聚乙烯吡咯烷酮），它们是酚的络合物，能与多酚形成一种不溶的络合物质，因而能够有效去除多酚，减少DNA中酚的污染；同时它们可以与多糖结合，因此通过离心可以有效去除多糖，从而提高DNA的纯度[27]，然而后者提取的DNA产率相比较低。
本研究所用的3种方法都用电钻粉碎取代了手工研磨，节约了劳动力和成本。相比而言，改良的CTAB法叶片的DNA得率高，而提取时间比其他2种方法少20～30min左右，可大量节省科研工作时间，对将来开展藜麦图谱构建、QTL分析等有很好的辅助作用。本研究提取的对象是藜麦幼嫩组织，下一步将对其老叶的DNA提取方法作改进研究。
参考文献：
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关键词：藜麦；DNA提取方法；分子检测；SSR；SSCP
中图分类号： S512.901 文献标志码： A 文章编号：1002-1302（2014）04-0042-04
收稿日期：2013-08-10
基金项目：国家自然科学基金（编号：31301372）；浙江省重大科技专项计划（编号：2011C12030）；浙江农林大学创新训练计划（编号：201301004）。
作者简介：陆敏佳（1992—），女，浙江嘉兴人，研究方向为种子科学。E-mail：[email protected]。
通信作者：蒋玉蓉，博士，主要从事植物分子育种和种质创新研究。E-mail：[email protected]。藜麦（Chenopodium quinoa Willd），又称南美藜、藜谷、奎奴亚藜等，是一年生的藜科草本作物，原产于南美洲安第斯山脉海拔2 800～4 200 m的地区，分布于12°N～39°S的范围，在安第斯山脉已有5 000多年的种植历史，被印加人称为“谷物之母”[1]。藜麦蛋白质含量高，具有近乎完美的氨基酸组成，含有较高的钙磷铁，是联合国FAO唯一认定的完美营养食品，被誉为“未来的超级谷物”“营养黄金”“有机谷类之王”等[2-3]。研究表明，长期食用藜麦，对心脏病、高血压、高血糖、高血脂等有很好辅助治疗作用，此外还有增强免疫力、修复体力、补充营养、减肥等功效[4-5]。联合国大会宣布2013为“国际藜麦年”，旨在让世界更多地关注藜麦的生物多样性和营养价值在提供粮食和营养安全等方面所发挥的作用。藜麦的营养和开发利用价值在最近几十年才得到人们的广泛认识和重视。目前，藜麦的研究主要集中在生物学特性[6-7]、化学成分[8-9]、抗逆性等生理学特性[10-11]方面。与国外相比，我国对藜麦的研究还较少，尤其在藜麦分子生物学方面的研究几近空白。获取高质量的DNA样品是植物分子生物学研究的基础，而研究者对不同植物以及相同植物不同部位的DNA提取、处理方法又有所区别[12-16]，目前尚无关于藜麦基因组DNA提取方法的报道。本研究用改良的CTAB法、SDS法、高盐低pH值法3种不同方法分别提取藜麦的幼叶、茎、根部基因组DNA，同时进行SSR和SSCP等分子标记检测，旨在筛选出一种快速、简便且可获得高质量DNA分子的提取方法，为进一步开展藜麦分子生物学研究提供参考。
1材料与方法
1.1试验材料
供试材料为藜麦品种PI596293，由浙江农林大学农学院提供。叶片的采集：取种植于田间的藜麦幼嫩叶片。茎、根部的采集：取PI596293种子置于发芽纸上，在25 ℃气候箱中培养12 d，分别取茎、根部用于DNA提取。
1.2主要试剂
试验试剂：EDTA、Tris、CTAB、PVP 40、SDS、β-巯基乙醇等均购自Sigma 公司；无水乙醇、氯仿、异丙醇、氯化钠、醋酸钠、醋酸钾等为国产分析纯；TaqDNA聚合酶、dNTP、DL2000 DNA Marker 购自TaKaRa 公司；引物由华大基因公司合成。
1.3DNA提取方法
分别取约0.15 g藜麦幼嫩的叶、茎、根于2 mL离心管中（设3次重复），用长柄镊子夹住离心管管盖放入液氮中速冻5 s，取出并用插有玻璃棒的电钻快速充分研磨。
1.3.1CTAB法加入600 μL预热的CTAB提取液[含0.1 mol/L Tris-HCl（pH值8.0）、0.02 mol/L EDTA（pH值8.0）、2%CTAB、2%PVP40、1 mol/L NaCl、0.2%β-巯基乙醇]，置于65 ℃水浴50～60 min，期间颠倒混匀数次；冷却至室温后加入等体积的氯仿-异戊醇-无水乙醇（76 ∶4 ∶20），颠倒混匀后于10 000 r/min离心10 min；吸上清液，加2倍体积的冰乙醇颠倒混匀，再将絮状DNA挑出并用70%乙醇洗涤2次；风干后加入80 μL ddH2O溶解，4 ℃冰箱保存。
1.3.2SDS法加入800 μL预热的提取缓冲液[含 0.5 mol/L NaCl、0.1 mol/L Tris-HCl（pH值8.0）、0.05 mol/L EDTA（pH值8.0）、0.01 mol/Lβ-巯基乙醇]，再加入80 μL 20%SDS（使终浓度为2%），振荡混匀后置于65 ℃水浴中 30 min，不停颠倒混匀；取出静置至室温，加入0.3 mL 5 mol/L 的醋酸钾混匀，冰浴20 min后在 10 000 r/min 条件下离心10 min；加入等体积氯仿-异戊醇（24 ∶1），颠倒混匀后于12 000 r/min离心10 min；取上清液，加入0.7倍体积的预冷冰异丙醇，轻轻颠倒混匀后于-20 ℃放置20 min；12 000 r/min、常温离心10 min，收集沉淀，用70%乙醇洗2次；风干DNA并溶于60 μLddH2O中，于4 ℃保存备用。 1.3.3高盐低pH值法加入预热的1 mL提取缓冲液（含0.1 mol/L NaAc、0.05 mol/L EDTA、0.5 mol/L NaCl、25% PVP、3% SDS、1%β-巯基乙醇），于65 ℃水浴30 min；取出静置至室温后于10 000 r/min离心10 min；取上清液，加入 2/3 体积的25 mol/L KAC（pH值4.8），冰上放置30 min后于10 000 r/min离心10 min；取上清液，加入等体积的氯仿-异戊醇（24 ∶1），反复颠倒混匀后于10 000 r/min离心10 min；取上清液，加入0.6倍体积的-20 ℃异丙醇，轻轻混匀后置于-20 ℃沉淀20 min；8 000 r/min离心10 min，所得沉淀用70%乙醇洗2次；DNA风干后溶于60 μL ddH2O中，置于 4 ℃ 冰箱备用。
1.4DNA纯度、浓度及得率检测
用NanoDrop/ND1000核酸蛋白质分析仪分别测定DNA样品浓度、D260 nm/D280 nm值（≈1.8表示为纯DNA；>1.9表示有RNA污染；<1.6表明样品中存在蛋白质或酚污染）。同时计算产率，即DNA得率，公式为：DNA得率（μg/g）=DNA量（μg）/取材量（g）。各取3 μLDNA溶液，进行1%琼脂糖凝胶电泳，凝胶成像系统下观察并拍照。
1.5基因组DNA的PCR检测
参考Jarvis等的研究结果[17]，设计了SSR引物KCAA003、KAAT009。引物KCAA003的上游序列（5′→3′）为ACCTTTCGGCTGCTCAGATA，下游序列（5′→3′）为TGCTGATGTTGTTGCAGATG；引物KAAT009的上游序列（5′→3′）为AGTTGCCAACATGCAGAGC，下游序列（5′→3′）为CGACGACGCAAGACATTAGA。PCR反应体系：1.5 μL 10×PCR buffer、1 μL模板DNA、0.3μL SSR引物、0.25 μL dNTPs（10 mmol/L）、0.15 μL Taq酶、11.5 μL ddH2O。扩增程序为：94 ℃预变性5 min：94 ℃变性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃ 延伸30 s，共30个循环；72 ℃延伸10 min，4 ℃保存。扩增产物用15%琼脂糖凝胶电泳进行检测，并用凝胶成像系统拍照。
1.6SSR分子检测
取1 μL PCR扩增产物用12%非变性聚丙烯酰胺凝胶电泳进行检测，恒功率80 W，检测时间30 min。电泳结束后，将胶浸入固定液（10%乙醇、0.05%冰醋酸）中，在摇床上固定10 min，用蒸馏水冲洗2遍；然后用0.2% AgNO3染色 20 min，再用蒸馏水漂洗1～2次（不得超过30 s）；最后用显色液（含30 g/L NaOH，13.6 mL/L甲醛）显色至条带清晰，再用蒸馏水洗脱3次停显。
1.7SSCP分子检测
将PCR扩增产物与变性上样液（含98%去离子甲酰胺、pH值为8.0的10 mmol/L EDTA、0.025%二甲苯氰、0.025%溴酚蓝）按1 ∶5的比例加入0.5 mL微量离心管中，混匀。将样品在98 ℃变性10 min后立即取出，置于冰浴中骤冷 10 min。取约5 μL变性样品上样，用12%非变性聚丙烯酰胺凝胶于4 ℃恒温电泳（恒功率80 W，12 h）检测。然后进行固定、银染和显影，方法步骤同上。
2结果与分析
2.1DNA质量的凝胶电泳检测
用琼脂糖凝胶电泳检测DNA质量是一种常用的检测手段[18]。由图1可以看出：用1%琼脂糖凝胶电泳检测不同方法提取的藜麦基因组DNA的结果表明，不同组织中提取的DNA都能扩增出明显的条带，但叶片中的DNA浓度明显高于茎和根。3种方法所提取的DNA样品的浓度、纯度及得率见表1。综合分析试验可知：改良的CTAB法提取的DNA得率最高，叶片、茎、根中的DNA得率分别为824.5、209.3、254.1 μg/g；改良的SDS法提取的DNA得率次之，分别为4960、207.2、231.4 μg/g；而高盐低pH值法提取的DNA得率最低，分别为322.6、112.0、156.2 μg/g。3种方法提取的叶片DNA得率均为茎、根部的2倍以上，凝胶检测结果与分光光度计的检测结果一致。由表1还可以看出：CTAB法提取的DNA D260 nm/D280 nm介于1.7～1.8之间，说明蛋白、酚类、多糖等杂质和RNA都去除得较干净；SDS法提取的DNA D260 nm/D280 nm值表明，该法提取的基因组DNA质量较好，基本无RNA和蛋白混杂；而高盐低pH值法的D260 nm/D280 nm值表明，该法提取的叶片DNA可能有RNA污染或有降解。
2.2分子检测
2.2.2SSCP分析SSCP（single strand conformation polymorphism，单链构象多态性）是以构象为基础的检测基因组中单核苷酸变异（SNP）的一种方法，具有快速、简便、灵敏等特点，可将双链水平无法检测的DNA微小差异在单链水平上检测出来[19]。由图4可见，通过显影，不同方法提取的不同组织DNA的PCR产物在变性后均能在12%凝胶中跑出清晰条带。
3结论与讨论
植物基因组DNA的提取方法目前有CTAB、SDS、高盐低pH值法、尿素法、柠檬酸钠法等[20]。建立简单快速且能获得高质量DNA的提取方法，对利用SSR和SSCP等分子标记研究和揭示藜麦种质资源遗传多样性和遗传特征显得尤为重要。藜麦含有多糖、多酚及其他次生代谢产物[21-23]，这些次生物质在DNA提取过程中会与核酸形成复合物，影响DNA的质量和产量。本试验结果表明，改良的CTAB、SDS和高盐低pH值法提取的藜麦不同组织部位的DNA均能满足 PCR-SSR 和SSCP等后继的分子生物学分析。但不同方法提取叶片DNA的产率显著高于根和茎部，因此宜采用叶片进行藜麦基因组DNA的提取。 本研究表明，改良的CTAB法提取的基因组DNA产率最高，且较有效地去除了蛋白质和多糖物质，能够获得较纯的DNA，这与在其他植物中DNA提取方法比较的研究结果一致[20，24-26]。本试验在改良的CTAB和高盐低pH值提取液中加了PVP-40、PVP（聚乙烯吡咯烷酮），它们是酚的络合物，能与多酚形成一种不溶的络合物质，因而能够有效去除多酚，减少DNA中酚的污染；同时它们可以与多糖结合，因此通过离心可以有效去除多糖，从而提高DNA的纯度[27]，然而后者提取的DNA产率相比较低。
本研究所用的3种方法都用电钻粉碎取代了手工研磨，节约了劳动力和成本。相比而言，改良的CTAB法叶片的DNA得率高，而提取时间比其他2种方法少20～30min左右，可大量节省科研工作时间，对将来开展藜麦图谱构建、QTL分析等有很好的辅助作用。本研究提取的对象是藜麦幼嫩组织，下一步将对其老叶的DNA提取方法作改进研究。
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