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摘 要：转录组通常是指编码蛋白质的信使RNA的总和，随着测序技术的不断进步，转录组测序成为了发展最为迅猛、应用最为普及的一种测序技术。药用植物拥有几千年的应用历史，但是大多数药用植物都缺少基因组信息，转录组测序技术可以克服这一难点，特别适合药用植物资源的研究。该文在介绍转录组测序方法和测序流程的基础上，综述了转录组测序技术在药用植物领域的应用进展，主要包括功能基因的发掘、次生代谢产物的生物合成和调控机制以及SSR分子标记的开发。
关键词：药用植物;转录组学;功能基因;次生代谢产物;SSR分子标记
中图分类号 S567 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2019）08-0013-04
Abstract：Transcriptome usually refers to the sum of mRNA encoding proteins.With the continuous progress of sequencing technology，RNA sequencing technology has become the most rapidly developed and widely used sequencing technology.Medicinal plants have had thousands of years of application history，but most medicinal plants are lack of gene sequence information，RNA sequencing technology can overcome this difficulty，so this technology is particularly suitable for the study of medicinal plant resources.This paper introduced RNA sequencing methods and sequencing process，and summarized the progress in the application of RNA sequencing technology in medicinal plant functional genes mining，secondary metabolites biosynthesis and regulation mechanism and development of SSR molecular marker.
Key words：Medicinal plants;Transcriptomics;Functional genes;Secondary metabolites;SSR molecular marker
轉录组从广义上来讲，是由1个细胞或1群细胞产生的一整套RNA分子，包括mRNA、tRNA、miRNA及其他非编码RNA;狭义的转录组一般指所有编码蛋白质的全部的mRNA。植物不同组织、器官，不同发育阶段，不同的生长环境以及不同的生理状态下，其转录本的表达都存在着一定的差异，这些差异对于挖掘功能基因、探究药用植物有效成分生物合成的分子机制、开发新的药用植物资源及分子辅助育种技术等都具有重要的意义。因此，将转录组技术应用于药用植物的研究是十分必要的[1-4]。随着高通量测序技术的出现与发展，使得转录组研究从基因芯片技术发展到RNA测序技术（RNA-seq），也称为转录组测序技术。该技术可以用于任意物种的全转录组分析，具有低成本、重复性好、数字化信号、灵敏度高、检测范围广等优点。近年来，转录组测序技术发展快、应用广，已成为分子生物学领域中一种常用的测序形式[5]。该技术最早应用于模式植物和重要农作物，例如拟南芥[6]、水稻[7]和玉米[8]中，而大部分药用植物为非模式植物，且大多数珍稀药用植物的遗传背景尚不清楚，基因组信息更是缺乏，功能基因的分子研究尤为薄弱，因此，转录组测序技术在药用植物中的应用相对滞后。本文简要介绍了转录组测序的方法和流程，综述了转录组测序技术在药用植物功能基因的挖掘、次生代谢产物的生物合成和调控机制以及在SSR分子标记的开发3个方面的应用进展。
1 转录组测序技术
1.1 方法 本文介绍了4种转录组测序的常用方法，并分析了其技术原理、优缺点（表1）。
1.2 流程[15] 测序流程如图1所示：
2 药用植物转录组测序技术的应用
2.1 功能基因的挖掘 药用植物在生长过程中不可避免会遭受到生物和非生物胁迫，加之缺乏优良的栽培与品种选育技术，因而存在着较为严重的品种退化、抗逆性差等问题。为了适应特定的环境胁迫，药用植物进化出多种分子机制（通过调节特定靶基因从而改变其表达量）来应对不同的胁迫。转录组技术可以从整体水平上研究药用植物的调控机制，深入开展药用植物转录组的研究，有助于揭示生长发育过程中的关键影响因素，为药用植物栽培育种提供指导。Guo等[16]对牡丹进行转录组分析，共鉴定了81725个单基因和部分植物激素信号通路基因，可能在干旱反应中发挥作用。该研究为干旱相关候选基因提供了宝贵的资源，为抗旱牡丹品种的选育提供了依据。Wei等[17]为了对比AtDREB1C转基因丹参和非转基因野生型丹参在抗旱性方面的差异，通过转录组分析发现，AtDREB1C基因可以增加叶绿素含量、光合能力以及超氧化物歧化酶、过氧化物酶和过氧化氢酶的活性，增强植株的抗旱性。该研究为抗旱丹参品种的选育提供了基础。Li等[18]研究了北沙参在面对盐胁迫时转录组的变化，鉴定出10335个差异表达基因（DEGs），这些基因可能在耐盐反应中发挥作用。该研究为北沙参的耐盐分子机制提供了有用的信息。 2.2 次生代谢产物的生物合成及调控机制 随着色谱法和质谱法在中药材方面的普遍应用，对于中药药效成分的研究越来越多。其药效成分通常为次生代谢产物，它的积累与植物不同的发育阶段、不同的器官以及不同的产地息息相关。根据不同时期、不同器官、不同产地构建药用植物转录组文库，可以从整体水平上研究合成药效成分的关键酶基因的表达情况，从而揭开次生代谢产物生物合成的途径及其调控机制的神秘面纱[19]。利用转录组测序用来研究药用植物中次生代谢产物生物合成及其调控机制具有重要的理论和实践意义，为药用植物资源的种质创新提供科学的依据，使得药用植物种质资源得到高效的利用。Chahel等[20]通过将转基因技术、色谱质谱联用技术和转录组测序技术相结合分析转录因子LrTCP4对黑果枸杞毛状根中次生代谢产物合成的影响，发现转录因子LrTCP4可以增强枸杞胺A等次生代谢产物的合成，为进一步研究其他枸杞的枸杞胺A等物质的生物合成提供了依据。Zhao等[21]利用转录组技术分析了与人参皂苷合成相关的PgCYP基因，共鉴定出100个基因，其表达与人参皂苷含量显著相关，其中6个PgCYP基因含有与人参皂苷生物合成显著相关的SNPs/InDels，该结果对加强人参及其近缘种人参皂苷生物合成研究和育种具有重要意义。Wang等[22]研究了库页细辛468357个转录本，鉴定出了205165个转录本存在表达差异，在这些差异表达的基因筛选出3个候选转录本（TyrDC1、TyrDC2和TyrDC3），该研究证明，TyrDC可能是马兜铃酸生物合成途径中的关键酶，为进一步研究其他药用植物马兜铃酸的生物合成途径奠定基础。
2.3 SSR分子标记的开发 简单序列重复（SSR）是在PCR技术的基础上建立起来的分子标记技术，又称微卫星序列标记或短串联重复标记。SSR数量位点十分丰富，甚至可以覆盖整个基因组，SSR分子标记不仅可以应用于构建植物的遗传图谱，在鉴定杂交种的纯度、基因定位等方面也有着广阔的应用前景[23]。王海明等[24]从重楼块根高通量转录组数据库38802条Unigenes中共挖掘出6333个SSR分子标记，其中二核苷酸重复是主要富集类型，约为66.76%;三核苷酸重复次之，约为18.77%;单核酸苷酸重复约为11.50%;这些SSR标记对重楼种质资源的鉴定、遗传多样性分析和分子标记辅助选择育种具有重要的意义。Han等[25]利用转录组测序技术从银杏叶中鉴定出4000个SSR位点，二核苷酸重复序列的SSRs富集率最高（23.9%），三核苷酸重复序列的SSRs富集率次之（21%），重复类型最多的是（AG/CT），检测到的4000个SSR中，设计了1513个SSR的引物对。该研究有助于银杏的遗传基因组研究和生物技术的改进。Li等[26]从地黄1747份转录本中检测出1812个SSR位点，其中1018份轉录本与已知蛋白具有显著同源性，35份转录本为非编码RNA;在所有SSR位点中，AG/GT是最常见的SSRs重复类型;合成了279个SSR引物，其中204个在基因组中扩增成功，91个多态性信息含量在0.33～0.90。该研究为今后地黄育种的研究提供了依据。
3 展望
本文简要介绍了转录组测序技术，从功能基因的挖掘、次生代谢产物生物合成和调控机制以及SSR分子标记开发等3个层面综述了近年来药用植物转录组测序技术应用方面的进展。利用转录组测序技术挖掘功能基因，可以从整体水平上了解药用植物抗胁迫的调控机制，对于药用植物种质资源鉴定、保存、扩大与优良种质选育具有重要的意义。但是由于药用植物转录组学研究起步较晚，药用植物研究背景和基础数据缺乏，因此，今后需要加快药用植物功能基因组的研究进程[27]。药用植物的药效成分大都是其次生代谢产物，通过转录组测序技术可以了解其次生代谢产物的生物合成途径的分子机制及其合成所需的关键酶基因，为进一步研究次生代谢调控奠定了基础，推动了药用植物次生代谢工程的发展。将转录组测序技术用于鉴定药用植物的SSR位点、开发SSR引物，可以构建药用植物的遗传图谱，对其进行遗传多样性分析，也可以进一步促进分子标记辅助育种技术的发展。药用植物的研究融入转录组学，既可以保护优良的中药材种质资源，不断完善中药药效作用机制，也可以促进技术的不断发展，保障中药产业的可持续发展。
参考文献
[1]Mironova V V，Weinholdt C，Grosse I.RNA-Seq Data Analysis for Studying Abiotic Stress in Horticultural Plants[M].Abiotic Stress Biology in Horticultural Plants.Springer Japan，2015.
[2]Costa V，Angelini C，De Feis I，et al.Uncovering the Complexity of Transcriptomes with RNA-Seq[J].Journal of Biomedicine & Biotechnology，2010，2010（5757）：853916.
[3]王尧龙，黄璐琦，袁媛，等.药用植物转录组研究进展[J].中国中药杂志，2015，40（11）：2055-2061.
[4]李慧，马德志，姜明，等.传统药用植物转录组研究进展[J].中医药信息，2018，35（06）：114-120.
[5]孙洪计，魏慧君.RNA-Seq技术在转录组研究中的应用[J].中外医学研究，2018，16（20）：184-187.
[6]郭华军，焦远年，邸超，等.拟南芥转录因子GRAS家族基因群响应渗透和干旱胁迫的初步探索[J].植物学报，2009，44（03）：290-299.
[7]李湘龙，柏斌，吴俊，等.第二代测序技术用于水稻和稻瘟菌互作早期转录组的分析[J].遗传，2012，34（01）：104-114. [8]莫晓婷，赵军，范云六，等.玉米转录因子结构与功能研究进展[J].中国农业科技导报，2013，15（03）：7-17.
[9]赵莉媛，吕奇鹏.中药基因芯片技术的研究进展[J].兽医导刊，2017（12）：39.
[10]王楚彪，卢万鸿，林彦，等.转录组测序的发展和应用[J].桉树科技，2018（04）：20-26.
[11]杨学，刘丽艳，关凤芝，等.基因表达系列分析技术在植物基因表达中的研究进展[J].中国麻业科学，2009，31（04）：233-237.
[12]王怡，王海平，王全立.基因表达系列分析技术研究进展[J].医学分子生物学杂志，2004，1（3）：168-171.
[13]陈杰.大规模平行测序技术（MPSS）研究进展[J].生物化学与生物物理进展，2004，31（8）：761-765.
[14]王瑞娴，李川.全长转录组测序技术在非模式植物转录组学研究中的应用[J].分子植物育种，2019，17（02）：502-508.
[15]刘红亮，郑丽明，刘青青，等.非模式生物转录组研究[J].遗传，2013，35（08）：955-970.
[16]Guo LL，Guo DL，Yin WL，et al.Tolerance strategies revealed in tree peony（Paeonia suffruticosa;Paeoniaceae）ecotypes differentially adapted to desiccation[J].Applications in Plant Sciences，2018，6（10）：e1191.
[17]Wei T，Deng KJ，Zhang QX，et al.Modulating AtDREB1C Expression Improves Drought Tolerance in Salvia miltiorrhiza[J].Frontiers in Plant Science，2017，8：52.
[18]Li L，Li MM，Qi XW，et al.Denovo transcriptome sequencing and analysis of genes related to salt stress response in Glehnia littoralis[J].PeerJ，2018，6：e5681.
[19]赵振宇，王仕玉，郭凤根，等.转录组测序及其在药用植物上的应用[J].基因组学与应用生物学，2017，36（02）：820-825.
[20]Chahel A A，Zeng S，Yousaf Z，et al.Plant-specific transcription factor LrTCP4 enhances secondary metabolite biosynthesis in Lycium ruthenicum hairy roots[J].Plant Cell，Tissue and Organ Culture（PCTOC），2018：1-15.
[21]Zhao MZ，Lin YP，Wang YF，et al.Transcriptome analysis identifies strong candidate genes for ginsenoside biosynthesis and reveals its underlying molecular mechanism in Panax ginseng C.A.Meyer[J].Scientific Reports，2019，9：615.
[22]Wang XH，Hui F，Yang YC，et al.Deep sequencing and transcriptome analysis to identify genes related to biosynthesis of aristolochic acid in Asarum heterotropoides[J].Scientific Reports，2018，8：17850.
[23]刘会，彭春钰，武忠亮，等.植物SSR标记开发及应用研究进展[J].科学技术创新，2018（36）：18-20.
[24]王海明，阮成江，梁玖华，等.高通量RNA-seq技术开发梵净山重楼SSR标记[J/OL].分子植物育种，2019：1-10.
[25]Han S，Wu Z，Jin Y，et al.RNA-Seq analysis for transcriptome assembly，gene identification，and SSR mining in ginkgo（Ginkgo biloba L.）[J].Tree Genetics & Genomes，2015，11（3）.
[26]Li MJ，Yang YH，Feng FJ，et al.SSR Development and Utilization with Rehmannia glutinosa Transcriptome[J].International Journal of Agriculture and Biology，2016，18（3）：589-600.
[27]吳琼，孙超，陈士林，等.转录组学在药用植物研究中的应用[J].世界科学技术（中医药现代化），2010，12（03）：457-462.
（责编：张宏民）
关键词：药用植物;转录组学;功能基因;次生代谢产物;SSR分子标记
中图分类号 S567 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2019）08-0013-04
Abstract：Transcriptome usually refers to the sum of mRNA encoding proteins.With the continuous progress of sequencing technology，RNA sequencing technology has become the most rapidly developed and widely used sequencing technology.Medicinal plants have had thousands of years of application history，but most medicinal plants are lack of gene sequence information，RNA sequencing technology can overcome this difficulty，so this technology is particularly suitable for the study of medicinal plant resources.This paper introduced RNA sequencing methods and sequencing process，and summarized the progress in the application of RNA sequencing technology in medicinal plant functional genes mining，secondary metabolites biosynthesis and regulation mechanism and development of SSR molecular marker.
Key words：Medicinal plants;Transcriptomics;Functional genes;Secondary metabolites;SSR molecular marker
轉录组从广义上来讲，是由1个细胞或1群细胞产生的一整套RNA分子，包括mRNA、tRNA、miRNA及其他非编码RNA;狭义的转录组一般指所有编码蛋白质的全部的mRNA。植物不同组织、器官，不同发育阶段，不同的生长环境以及不同的生理状态下，其转录本的表达都存在着一定的差异，这些差异对于挖掘功能基因、探究药用植物有效成分生物合成的分子机制、开发新的药用植物资源及分子辅助育种技术等都具有重要的意义。因此，将转录组技术应用于药用植物的研究是十分必要的[1-4]。随着高通量测序技术的出现与发展，使得转录组研究从基因芯片技术发展到RNA测序技术（RNA-seq），也称为转录组测序技术。该技术可以用于任意物种的全转录组分析，具有低成本、重复性好、数字化信号、灵敏度高、检测范围广等优点。近年来，转录组测序技术发展快、应用广，已成为分子生物学领域中一种常用的测序形式[5]。该技术最早应用于模式植物和重要农作物，例如拟南芥[6]、水稻[7]和玉米[8]中，而大部分药用植物为非模式植物，且大多数珍稀药用植物的遗传背景尚不清楚，基因组信息更是缺乏，功能基因的分子研究尤为薄弱，因此，转录组测序技术在药用植物中的应用相对滞后。本文简要介绍了转录组测序的方法和流程，综述了转录组测序技术在药用植物功能基因的挖掘、次生代谢产物的生物合成和调控机制以及在SSR分子标记的开发3个方面的应用进展。
1 转录组测序技术
1.1 方法 本文介绍了4种转录组测序的常用方法，并分析了其技术原理、优缺点（表1）。
1.2 流程[15] 测序流程如图1所示：
2 药用植物转录组测序技术的应用
2.1 功能基因的挖掘 药用植物在生长过程中不可避免会遭受到生物和非生物胁迫，加之缺乏优良的栽培与品种选育技术，因而存在着较为严重的品种退化、抗逆性差等问题。为了适应特定的环境胁迫，药用植物进化出多种分子机制（通过调节特定靶基因从而改变其表达量）来应对不同的胁迫。转录组技术可以从整体水平上研究药用植物的调控机制，深入开展药用植物转录组的研究，有助于揭示生长发育过程中的关键影响因素，为药用植物栽培育种提供指导。Guo等[16]对牡丹进行转录组分析，共鉴定了81725个单基因和部分植物激素信号通路基因，可能在干旱反应中发挥作用。该研究为干旱相关候选基因提供了宝贵的资源，为抗旱牡丹品种的选育提供了依据。Wei等[17]为了对比AtDREB1C转基因丹参和非转基因野生型丹参在抗旱性方面的差异，通过转录组分析发现，AtDREB1C基因可以增加叶绿素含量、光合能力以及超氧化物歧化酶、过氧化物酶和过氧化氢酶的活性，增强植株的抗旱性。该研究为抗旱丹参品种的选育提供了基础。Li等[18]研究了北沙参在面对盐胁迫时转录组的变化，鉴定出10335个差异表达基因（DEGs），这些基因可能在耐盐反应中发挥作用。该研究为北沙参的耐盐分子机制提供了有用的信息。 2.2 次生代谢产物的生物合成及调控机制 随着色谱法和质谱法在中药材方面的普遍应用，对于中药药效成分的研究越来越多。其药效成分通常为次生代谢产物，它的积累与植物不同的发育阶段、不同的器官以及不同的产地息息相关。根据不同时期、不同器官、不同产地构建药用植物转录组文库，可以从整体水平上研究合成药效成分的关键酶基因的表达情况，从而揭开次生代谢产物生物合成的途径及其调控机制的神秘面纱[19]。利用转录组测序用来研究药用植物中次生代谢产物生物合成及其调控机制具有重要的理论和实践意义，为药用植物资源的种质创新提供科学的依据，使得药用植物种质资源得到高效的利用。Chahel等[20]通过将转基因技术、色谱质谱联用技术和转录组测序技术相结合分析转录因子LrTCP4对黑果枸杞毛状根中次生代谢产物合成的影响，发现转录因子LrTCP4可以增强枸杞胺A等次生代谢产物的合成，为进一步研究其他枸杞的枸杞胺A等物质的生物合成提供了依据。Zhao等[21]利用转录组技术分析了与人参皂苷合成相关的PgCYP基因，共鉴定出100个基因，其表达与人参皂苷含量显著相关，其中6个PgCYP基因含有与人参皂苷生物合成显著相关的SNPs/InDels，该结果对加强人参及其近缘种人参皂苷生物合成研究和育种具有重要意义。Wang等[22]研究了库页细辛468357个转录本，鉴定出了205165个转录本存在表达差异，在这些差异表达的基因筛选出3个候选转录本（TyrDC1、TyrDC2和TyrDC3），该研究证明，TyrDC可能是马兜铃酸生物合成途径中的关键酶，为进一步研究其他药用植物马兜铃酸的生物合成途径奠定基础。
2.3 SSR分子标记的开发 简单序列重复（SSR）是在PCR技术的基础上建立起来的分子标记技术，又称微卫星序列标记或短串联重复标记。SSR数量位点十分丰富，甚至可以覆盖整个基因组，SSR分子标记不仅可以应用于构建植物的遗传图谱，在鉴定杂交种的纯度、基因定位等方面也有着广阔的应用前景[23]。王海明等[24]从重楼块根高通量转录组数据库38802条Unigenes中共挖掘出6333个SSR分子标记，其中二核苷酸重复是主要富集类型，约为66.76%;三核苷酸重复次之，约为18.77%;单核酸苷酸重复约为11.50%;这些SSR标记对重楼种质资源的鉴定、遗传多样性分析和分子标记辅助选择育种具有重要的意义。Han等[25]利用转录组测序技术从银杏叶中鉴定出4000个SSR位点，二核苷酸重复序列的SSRs富集率最高（23.9%），三核苷酸重复序列的SSRs富集率次之（21%），重复类型最多的是（AG/CT），检测到的4000个SSR中，设计了1513个SSR的引物对。该研究有助于银杏的遗传基因组研究和生物技术的改进。Li等[26]从地黄1747份转录本中检测出1812个SSR位点，其中1018份轉录本与已知蛋白具有显著同源性，35份转录本为非编码RNA;在所有SSR位点中，AG/GT是最常见的SSRs重复类型;合成了279个SSR引物，其中204个在基因组中扩增成功，91个多态性信息含量在0.33～0.90。该研究为今后地黄育种的研究提供了依据。
3 展望
本文简要介绍了转录组测序技术，从功能基因的挖掘、次生代谢产物生物合成和调控机制以及SSR分子标记开发等3个层面综述了近年来药用植物转录组测序技术应用方面的进展。利用转录组测序技术挖掘功能基因，可以从整体水平上了解药用植物抗胁迫的调控机制，对于药用植物种质资源鉴定、保存、扩大与优良种质选育具有重要的意义。但是由于药用植物转录组学研究起步较晚，药用植物研究背景和基础数据缺乏，因此，今后需要加快药用植物功能基因组的研究进程[27]。药用植物的药效成分大都是其次生代谢产物，通过转录组测序技术可以了解其次生代谢产物的生物合成途径的分子机制及其合成所需的关键酶基因，为进一步研究次生代谢调控奠定了基础，推动了药用植物次生代谢工程的发展。将转录组测序技术用于鉴定药用植物的SSR位点、开发SSR引物，可以构建药用植物的遗传图谱，对其进行遗传多样性分析，也可以进一步促进分子标记辅助育种技术的发展。药用植物的研究融入转录组学，既可以保护优良的中药材种质资源，不断完善中药药效作用机制，也可以促进技术的不断发展，保障中药产业的可持续发展。
参考文献
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[3]王尧龙，黄璐琦，袁媛，等.药用植物转录组研究进展[J].中国中药杂志，2015，40（11）：2055-2061.
[4]李慧，马德志，姜明，等.传统药用植物转录组研究进展[J].中医药信息，2018，35（06）：114-120.
[5]孙洪计，魏慧君.RNA-Seq技术在转录组研究中的应用[J].中外医学研究，2018，16（20）：184-187.
[6]郭华军，焦远年，邸超，等.拟南芥转录因子GRAS家族基因群响应渗透和干旱胁迫的初步探索[J].植物学报，2009，44（03）：290-299.
[7]李湘龙，柏斌，吴俊，等.第二代测序技术用于水稻和稻瘟菌互作早期转录组的分析[J].遗传，2012，34（01）：104-114. [8]莫晓婷，赵军，范云六，等.玉米转录因子结构与功能研究进展[J].中国农业科技导报，2013，15（03）：7-17.
[9]赵莉媛，吕奇鹏.中药基因芯片技术的研究进展[J].兽医导刊，2017（12）：39.
[10]王楚彪，卢万鸿，林彦，等.转录组测序的发展和应用[J].桉树科技，2018（04）：20-26.
[11]杨学，刘丽艳，关凤芝，等.基因表达系列分析技术在植物基因表达中的研究进展[J].中国麻业科学，2009，31（04）：233-237.
[12]王怡，王海平，王全立.基因表达系列分析技术研究进展[J].医学分子生物学杂志，2004，1（3）：168-171.
[13]陈杰.大规模平行测序技术（MPSS）研究进展[J].生物化学与生物物理进展，2004，31（8）：761-765.
[14]王瑞娴，李川.全长转录组测序技术在非模式植物转录组学研究中的应用[J].分子植物育种，2019，17（02）：502-508.
[15]刘红亮，郑丽明，刘青青，等.非模式生物转录组研究[J].遗传，2013，35（08）：955-970.
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[19]赵振宇，王仕玉，郭凤根，等.转录组测序及其在药用植物上的应用[J].基因组学与应用生物学，2017，36（02）：820-825.
[20]Chahel A A，Zeng S，Yousaf Z，et al.Plant-specific transcription factor LrTCP4 enhances secondary metabolite biosynthesis in Lycium ruthenicum hairy roots[J].Plant Cell，Tissue and Organ Culture（PCTOC），2018：1-15.
[21]Zhao MZ，Lin YP，Wang YF，et al.Transcriptome analysis identifies strong candidate genes for ginsenoside biosynthesis and reveals its underlying molecular mechanism in Panax ginseng C.A.Meyer[J].Scientific Reports，2019，9：615.
[22]Wang XH，Hui F，Yang YC，et al.Deep sequencing and transcriptome analysis to identify genes related to biosynthesis of aristolochic acid in Asarum heterotropoides[J].Scientific Reports，2018，8：17850.
[23]刘会，彭春钰，武忠亮，等.植物SSR标记开发及应用研究进展[J].科学技术创新，2018（36）：18-20.
[24]王海明，阮成江，梁玖华，等.高通量RNA-seq技术开发梵净山重楼SSR标记[J/OL].分子植物育种，2019：1-10.
[25]Han S，Wu Z，Jin Y，et al.RNA-Seq analysis for transcriptome assembly，gene identification，and SSR mining in ginkgo（Ginkgo biloba L.）[J].Tree Genetics & Genomes，2015，11（3）.
[26]Li MJ，Yang YH，Feng FJ，et al.SSR Development and Utilization with Rehmannia glutinosa Transcriptome[J].International Journal of Agriculture and Biology，2016，18（3）：589-600.
[27]吳琼，孙超，陈士林，等.转录组学在药用植物研究中的应用[J].世界科学技术（中医药现代化），2010，12（03）：457-462.
（责编：张宏民）