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摘 要：该文以豆瓣菜腋芽为外植体，研究消毒时间和激素水平对豆瓣菜初代培养的影响，探讨豆瓣菜快速繁殖试管苗的途径。结果表明：豆瓣菜腋芽为外植体的最佳消毒时间为9min。豆瓣菜最适诱导培养基为MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1，其腋芽增殖率最高为95.2%；转入生根培养基MS+NAA2.5mg·L-1的第60d时，生根率为100%，移栽后，成活率为100%。
关键词：豆瓣菜；消毒时间；激素水平；组织培养
中图分类号 S645.9 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2018）02-0025-03
Abstract：The experiment investigated the effect of different sterilize time and hormone content on tissue culture of Naturtium officinale with the axillary shoots as explantlets，and discussed the available methodology on rapid propagation of Naturtium officinale.The results showed that the optimum sterilize time of axillary shoots is 9 min. The best medium of axillary shoots induction is MS+6-BA0.5 mg·L-1+NAA0. 25 mg·L-1，it’s axillary shoots induction is 95.2%， which is the highest； in the medium of rooting which is MS+NAA2.5 mg·L-1，and 60 days later the rooting rate is 100%， the survival rate after transplantation is 100%.
Key words：Watercress；Sterilize time；Hormone content；Tissue culture
豆瓣菜（Naturtium officinale R.Br.），又名西洋菜、水田芥、水芥菜，屬十字花科豆瓣菜属多年生水生蔬菜，原产于欧洲地中海东部和南亚热带地区，其茎叶清香而略带辣味，具有食用价值[1]和独特的药用价值[2]，同时对富营养化水体有重要的生态修复作用[3-4]，近年来其需求量不断增加。叶元英等[5]研究发现，武汉地区有些豆瓣菜品种能开花结实，而有些品种则不能开花结实。张楠等[6]发现，黑龙江野生豆瓣菜具有耐寒和易栽培的特点，但不易获得种子。对于可以开花结实的品种可以采用有性繁殖和无性繁殖，而不能开花结实或不易获得种子的品种则需进行无性繁殖获得大量种苗，同时长期采用扦插繁殖方式会导致品种退化。因此，探索豆瓣菜腋芽的最佳消毒时间和腋芽的最适诱导培养基，可为豆瓣菜试管苗再生体系的建立和大规模生产提供技术基础。
1 材料与方法
1.1 试验材料 新鲜豆瓣菜（Naturtium officinale R.Br.）带腋芽的茎段取自安徽省舒城县水生蔬菜种植基地。取样时间为2017年3月下旬。
1.2 试验设计
1.2.1 外植体的选取 将豆瓣菜带腋芽的茎段用刷子在流水下刷洗干净后，再置于流水下冲洗12h，备用。
1.2.2 培养基和培养条件 诱导培养基：（1）MS+
6-BA2.0mg·L-1+NAA0.5mg·L-1，（2）MS+6-BA1.5mg·L-1+NAA0.5mg·L-1，（3）MS+6-BA1.0mg·L-1+NAA0.5mg·L-1，（4）MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1，（5）MS+
6-BA0.5mg·L-1+NAA0.1mg·L-1，生根培养基：（6）MS+NAA2.5mg·L-1。以上培养基含有MS干粉4.74g·L-1、蔗糖30g·L-1，琼脂粉0.8%[（6）号培养基除外）]，pH5.8。接种材料培养温度为（25±1）℃，诱导期间采用漫射光培养，增殖和生根培养为光照12h·d-1，光强为20μmol·m-2·s-1，相对湿度为（60±10）%的条件下进行。
1.2.3 试验处理 在超净台上将豆瓣菜腋芽用小刀片切下，放入无菌小烧杯中，先加入70%乙醇消毒30s后，再用2.5%NaClO分别消毒5、6、7、8、9、10min，之后用无菌水冲洗4次，每次5min，获得无菌材料。将腋芽接种于诱导培养基中，观察消毒时间对豆瓣菜腋芽出芽率、污染率和褐化率的影响。每瓶接4个腋芽，每个处理10瓶，3次重复，2～3d观察一次，记录并统计结果。在明确最佳消毒时间后，将豆瓣菜腋芽分别接种于1～5号诱导培养基中，观察腋芽增殖情况，确定最适诱导培养基。待腋芽增殖为丛生芽后，转入6号生根培养基中，统计5、10、15、25、35、45、60d豆瓣菜生根率。其中增殖率（%）=（增殖后的丛芽数-增殖前的丛芽数/增殖后的丛芽数）×100，生根率（%）=（生根的外植体/接种外植体总数）×100。
1.3 数据统计分析 采用DPS数据处理系统进行方差分析；用Duncan’s新复极差法进行差异显著性检验。
2 结果与分析
2.1 消毒时间对豆瓣菜丛生芽诱导的影响 豆瓣菜为水生植物，由于生长环境特殊而带有大量杂菌，因而在离体培养过程中有效控制杂菌是获得试管苗的关键。将豆瓣菜腋芽接种在诱导培养基中，第5天时腋芽开始萌动。由表1可知，随着消毒时间的增加，豆瓣菜平均出芽率呈现“降-升-降”的变化趋势，其中在消毒时间为9min时，平均出芽率达到最大值，为24.36%，与消毒时间为5min、6min、7min、8min、10min时的平均出芽率之间存在极显著差异（P<0.01），而7min与10min时的平均出芽率之间无显著差异（P>0.05）。平均污染率在消毒时间为8min、9min、10min时很低，三者之间无显著差异（P>0.05），与5min、6min、7min之间存在极显著差异（P<0.01），此时外植体褐化比较严重，平均死亡率也较高，其中在10min时，达到最大值，为55.90%；5min时，平均污染率最高，为30.19%。平均褐化率在7min、8min、9min、10min时均极显著（P<0.01）高于5min和6min，而7min、8min、9min、10min四者之间无显著差异（P>0.05）。平均死亡率在5min、8min和9min时很低，与6min、7min和10min之间存在极显著差异（P<0.01），其中在9min时，平均死亡率最低，为46.21%。综合考虑，得出豆瓣菜腋芽的最佳消毒时间为9min。 2.2 激素水平对豆瓣菜丛生芽增殖的影响 由图1可知，在1、2和3号培养基NAA浓度相同的条件下，随着6-BA浓度的增加，豆瓣菜腋芽的增殖率呈现逐渐升高的变化趋势；在4号和5号培养基6-BA浓度相同的条件下，随着NAA浓度的增加，豆瓣菜腋芽的增殖率则呈现逐渐下降的变化趋势，从总体来看，3、4和5号培养基的腋芽增殖率要极显著（P<0.01）高于1号和2号培养基，其中4号培养基中腋芽增殖率最高，为95.2%。由此可见，豆瓣菜腋芽增殖的最适培养基为4号培养基：MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1。
2.3 豆瓣菜试管苗生根培养 将诱导的芽丛转入4号培养基进行增殖，30d后用解剖刀切开分化的豆瓣菜芽丛，转入6号生根培养基中进行诱导生根培养。由表2可知，豆瓣菜在培养第15d时开始生根，随着培养时间的延长，豆瓣菜的平均主根长、平均根数以及平均生根率都呈现逐渐递增的变化趋势，其中在培养第60d时，平均生根率達到最大值，为100%。此外，在生根培养过程中，第25d时主茎上有少量气生根出现。
2.4 豆瓣菜炼苗移栽 将在培养室已经进行5d环境适应性锻炼的豆瓣菜苗放置于培养室外，打开培养瓶盖进行炼苗，期间每隔2d换一次清水，待豆瓣菜有新芽长出后即可移栽。由于豆瓣菜不耐热，因此夏季不宜进行室外移栽。选择温度适宜的秋季晴天上午，将豆瓣菜从培养瓶中取出，用清水把根部冲洗干净后，移栽至装有肥沃园土的泥池中，浇透水，保持湿度在95%以上，14d后移栽成活率达100%。
3 结论与讨论
豆瓣菜为水生蔬菜，在自然生长环境下极易受到杂菌污染，离体培养过程中外植体表面消毒和之后内生菌抑制的难度都高于其它植物。研究发现水生植物茎的维管束出现退化且缺乏木质和纤维，其表皮对杀菌剂的通透性强，对杀菌剂敏感，消毒难度大[7]，消毒时间过短，会导致污染；消毒时间过长则会导致材料褐化甚至死亡。此外，外植体类型的选择是组织培养的首要环节，张楠等[6]以黑龙江野生豆瓣菜嫩茎为外植体，通过诱导愈伤组织后再分化成苗，建立了嫩茎无性系。因此，选择合适的外植体和准确把握消毒时间是豆瓣菜再生体系建立的前提条件。本试验以豆瓣菜腋芽为外植体研究发现，随着消毒时间的延长，平均污染率呈现逐渐下降的趋势，其平均出芽率呈现“降-升-降”的变化趋势，但总体都不高且平均褐化率和平均死亡率也较高。综合以上因素，得出豆瓣菜腋芽的最佳消毒时间为9min。
离体培养过程中，外源激素的种类、浓度及其组合配比对不同植物材料不定芽的诱导存在一定的差异[8]，赵杨阳等[9]在对家独行菜愈伤组织的丛生芽诱导时发现，6-BA作为主效植物生长调节物质，在浓度为1.5mg·L-1时诱导效果最好，诱导率高达89.9%。吴秀燕等[10]研究发现6-BA和NAA共同使用对美国流苏茎段不定芽诱导效果较好，诱导率高达86.8%。本试验以MS为基本培养基，通过添加不同浓度6-BA和NAA，对豆瓣菜腋芽进行不定芽的诱导、增殖和生根培养，探讨其试管苗快繁技术途径。经研究得出，以豆瓣菜腋芽为适宜外植体，豆瓣菜腋芽增殖的最适培养基为MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1，增殖率为95.2%，试管苗在MS+NAA2.5mg·L-1液体培养基上生根效果较好，在第60d时生根率达到100%，这些可为豆瓣菜的大规模种苗生产提供技术基础。这与张楠等[6]以长度为0.5cm以上的豆瓣菜不定苗转入1/2MS+IAA0.2mg/L生根培养基后，其生根率为100%结果是一致的。叶元英等[5]研究发现，以豆瓣菜匍匐茎的茎节中段扦插成活率高且分枝快，中段茎节不定根长，生长旺盛，这可能与各茎节段不定根的发生和长势有关。
豆瓣菜作为一种从国外引进的水生蔬菜，具有清香可口、营养丰富等特点，同时具有降血糖、抗肿瘤、抗血小板聚集以及抑菌杀菌等药理作用[11-12]，近年来备受关注。因此，豆瓣菜再生体系的建立，在较短时间内获得大量试管苗，对于大规模工厂化生产具有重要意义。此外，本试验采用离体培养技术对水生蔬菜—豆瓣菜进行离体试管保存，该技术在节省大量土地和降低人工成本的同时，又可防止豆瓣菜长期保存于田间而导致品种退化和病虫害感染，确保保存资源的种性不发生改变[13]，对保存优良种质起到重要作用，也为豆瓣菜优良品种的选育提供技术支持。
参考文献
[1]中国科学院中国植物志编辑委员会.中国植物志[M].北京：科技出版社，1999，33：311-312.
[2]Rui M.S. Cruz，Margarida C. Vieira，Cristina L.M. Silva. Effect of heat and thermosonication treatments on peroxidase inactivation kinetics in watercress（Nasturtium officinale）[J].Journal of Food Engineering，2006，72（1）：8-15.
[3]戴立洲.豆瓣菜中化感物质对铜绿微囊藻生长的抑制作用研究[D].无锡：江南大学，2015.
[4]朱丽丽，张路，李换平，等.富营养化水体净化研究进展[J].绿色科技，2017，4：44-46.
[5]叶元英，孔庆东，刘义满，等.豆瓣菜不同茎节扦插繁殖试验[J].长江蔬菜，1998，6：22-23.
[6]张楠，朱姝婉，袁静，等.野生豆瓣菜嫩茎无性系建立的研究[J].天津农业科学，2008，14（1）：17-19.
[7]高健.沉水植物繁殖生理与组培快繁技术研究[D].武汉：华中师范大学，2006.
[8]李霞，陈婷，周月兰.籼粳稻成熟胚愈伤组织培养力的比较[J].南京师范大学学报：自然科学版，2005，28（4）：103–108.
[9]赵杨阳，刘佳钰，马征，等.家独行菜的组织培养与高频再生[J].植物生理学报，2017，53（2）：234–240.
[10]吴秀燕，张鸽香.美国流苏离体胚的组织培养与快速繁殖[J].植物生理学报，2017，53（2）：227-233.
[11]Mousa-AI-Reza Hadjzadeh，Ziba Rajaei，Reyhaneh Moradi， et al.Effects of Hydroalcoholic Extract of Watercress（Nasturtium Officinale）Leaves on Serum Glucose and Lipid Levels In Diabetic Rats[J].Indian journal of physiology and pharmacology，2015，59（2）：223-230.
[12]杨乾展，赵浩如，程景才，等.西洋菜的研究进展[J].河北农业科学，2008，12（4）：22-24.
[13]李良俊，张晓冬，谢科，等.江苏省水生蔬菜优良种质资源的保护及开发利用现状与建议[J].中国农学通报，2005，21（2）：305-311.
（责编：张宏民）
关键词：豆瓣菜；消毒时间；激素水平；组织培养
中图分类号 S645.9 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2018）02-0025-03
Abstract：The experiment investigated the effect of different sterilize time and hormone content on tissue culture of Naturtium officinale with the axillary shoots as explantlets，and discussed the available methodology on rapid propagation of Naturtium officinale.The results showed that the optimum sterilize time of axillary shoots is 9 min. The best medium of axillary shoots induction is MS+6-BA0.5 mg·L-1+NAA0. 25 mg·L-1，it’s axillary shoots induction is 95.2%， which is the highest； in the medium of rooting which is MS+NAA2.5 mg·L-1，and 60 days later the rooting rate is 100%， the survival rate after transplantation is 100%.
Key words：Watercress；Sterilize time；Hormone content；Tissue culture
豆瓣菜（Naturtium officinale R.Br.），又名西洋菜、水田芥、水芥菜，屬十字花科豆瓣菜属多年生水生蔬菜，原产于欧洲地中海东部和南亚热带地区，其茎叶清香而略带辣味，具有食用价值[1]和独特的药用价值[2]，同时对富营养化水体有重要的生态修复作用[3-4]，近年来其需求量不断增加。叶元英等[5]研究发现，武汉地区有些豆瓣菜品种能开花结实，而有些品种则不能开花结实。张楠等[6]发现，黑龙江野生豆瓣菜具有耐寒和易栽培的特点，但不易获得种子。对于可以开花结实的品种可以采用有性繁殖和无性繁殖，而不能开花结实或不易获得种子的品种则需进行无性繁殖获得大量种苗，同时长期采用扦插繁殖方式会导致品种退化。因此，探索豆瓣菜腋芽的最佳消毒时间和腋芽的最适诱导培养基，可为豆瓣菜试管苗再生体系的建立和大规模生产提供技术基础。
1 材料与方法
1.1 试验材料 新鲜豆瓣菜（Naturtium officinale R.Br.）带腋芽的茎段取自安徽省舒城县水生蔬菜种植基地。取样时间为2017年3月下旬。
1.2 试验设计
1.2.1 外植体的选取 将豆瓣菜带腋芽的茎段用刷子在流水下刷洗干净后，再置于流水下冲洗12h，备用。
1.2.2 培养基和培养条件 诱导培养基：（1）MS+
6-BA2.0mg·L-1+NAA0.5mg·L-1，（2）MS+6-BA1.5mg·L-1+NAA0.5mg·L-1，（3）MS+6-BA1.0mg·L-1+NAA0.5mg·L-1，（4）MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1，（5）MS+
6-BA0.5mg·L-1+NAA0.1mg·L-1，生根培养基：（6）MS+NAA2.5mg·L-1。以上培养基含有MS干粉4.74g·L-1、蔗糖30g·L-1，琼脂粉0.8%[（6）号培养基除外）]，pH5.8。接种材料培养温度为（25±1）℃，诱导期间采用漫射光培养，增殖和生根培养为光照12h·d-1，光强为20μmol·m-2·s-1，相对湿度为（60±10）%的条件下进行。
1.2.3 试验处理 在超净台上将豆瓣菜腋芽用小刀片切下，放入无菌小烧杯中，先加入70%乙醇消毒30s后，再用2.5%NaClO分别消毒5、6、7、8、9、10min，之后用无菌水冲洗4次，每次5min，获得无菌材料。将腋芽接种于诱导培养基中，观察消毒时间对豆瓣菜腋芽出芽率、污染率和褐化率的影响。每瓶接4个腋芽，每个处理10瓶，3次重复，2～3d观察一次，记录并统计结果。在明确最佳消毒时间后，将豆瓣菜腋芽分别接种于1～5号诱导培养基中，观察腋芽增殖情况，确定最适诱导培养基。待腋芽增殖为丛生芽后，转入6号生根培养基中，统计5、10、15、25、35、45、60d豆瓣菜生根率。其中增殖率（%）=（增殖后的丛芽数-增殖前的丛芽数/增殖后的丛芽数）×100，生根率（%）=（生根的外植体/接种外植体总数）×100。
1.3 数据统计分析 采用DPS数据处理系统进行方差分析；用Duncan’s新复极差法进行差异显著性检验。
2 结果与分析
2.1 消毒时间对豆瓣菜丛生芽诱导的影响 豆瓣菜为水生植物，由于生长环境特殊而带有大量杂菌，因而在离体培养过程中有效控制杂菌是获得试管苗的关键。将豆瓣菜腋芽接种在诱导培养基中，第5天时腋芽开始萌动。由表1可知，随着消毒时间的增加，豆瓣菜平均出芽率呈现“降-升-降”的变化趋势，其中在消毒时间为9min时，平均出芽率达到最大值，为24.36%，与消毒时间为5min、6min、7min、8min、10min时的平均出芽率之间存在极显著差异（P<0.01），而7min与10min时的平均出芽率之间无显著差异（P>0.05）。平均污染率在消毒时间为8min、9min、10min时很低，三者之间无显著差异（P>0.05），与5min、6min、7min之间存在极显著差异（P<0.01），此时外植体褐化比较严重，平均死亡率也较高，其中在10min时，达到最大值，为55.90%；5min时，平均污染率最高，为30.19%。平均褐化率在7min、8min、9min、10min时均极显著（P<0.01）高于5min和6min，而7min、8min、9min、10min四者之间无显著差异（P>0.05）。平均死亡率在5min、8min和9min时很低，与6min、7min和10min之间存在极显著差异（P<0.01），其中在9min时，平均死亡率最低，为46.21%。综合考虑，得出豆瓣菜腋芽的最佳消毒时间为9min。 2.2 激素水平对豆瓣菜丛生芽增殖的影响 由图1可知，在1、2和3号培养基NAA浓度相同的条件下，随着6-BA浓度的增加，豆瓣菜腋芽的增殖率呈现逐渐升高的变化趋势；在4号和5号培养基6-BA浓度相同的条件下，随着NAA浓度的增加，豆瓣菜腋芽的增殖率则呈现逐渐下降的变化趋势，从总体来看，3、4和5号培养基的腋芽增殖率要极显著（P<0.01）高于1号和2号培养基，其中4号培养基中腋芽增殖率最高，为95.2%。由此可见，豆瓣菜腋芽增殖的最适培养基为4号培养基：MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1。
2.3 豆瓣菜试管苗生根培养 将诱导的芽丛转入4号培养基进行增殖，30d后用解剖刀切开分化的豆瓣菜芽丛，转入6号生根培养基中进行诱导生根培养。由表2可知，豆瓣菜在培养第15d时开始生根，随着培养时间的延长，豆瓣菜的平均主根长、平均根数以及平均生根率都呈现逐渐递增的变化趋势，其中在培养第60d时，平均生根率達到最大值，为100%。此外，在生根培养过程中，第25d时主茎上有少量气生根出现。
2.4 豆瓣菜炼苗移栽 将在培养室已经进行5d环境适应性锻炼的豆瓣菜苗放置于培养室外，打开培养瓶盖进行炼苗，期间每隔2d换一次清水，待豆瓣菜有新芽长出后即可移栽。由于豆瓣菜不耐热，因此夏季不宜进行室外移栽。选择温度适宜的秋季晴天上午，将豆瓣菜从培养瓶中取出，用清水把根部冲洗干净后，移栽至装有肥沃园土的泥池中，浇透水，保持湿度在95%以上，14d后移栽成活率达100%。
3 结论与讨论
豆瓣菜为水生蔬菜，在自然生长环境下极易受到杂菌污染，离体培养过程中外植体表面消毒和之后内生菌抑制的难度都高于其它植物。研究发现水生植物茎的维管束出现退化且缺乏木质和纤维，其表皮对杀菌剂的通透性强，对杀菌剂敏感，消毒难度大[7]，消毒时间过短，会导致污染；消毒时间过长则会导致材料褐化甚至死亡。此外，外植体类型的选择是组织培养的首要环节，张楠等[6]以黑龙江野生豆瓣菜嫩茎为外植体，通过诱导愈伤组织后再分化成苗，建立了嫩茎无性系。因此，选择合适的外植体和准确把握消毒时间是豆瓣菜再生体系建立的前提条件。本试验以豆瓣菜腋芽为外植体研究发现，随着消毒时间的延长，平均污染率呈现逐渐下降的趋势，其平均出芽率呈现“降-升-降”的变化趋势，但总体都不高且平均褐化率和平均死亡率也较高。综合以上因素，得出豆瓣菜腋芽的最佳消毒时间为9min。
离体培养过程中，外源激素的种类、浓度及其组合配比对不同植物材料不定芽的诱导存在一定的差异[8]，赵杨阳等[9]在对家独行菜愈伤组织的丛生芽诱导时发现，6-BA作为主效植物生长调节物质，在浓度为1.5mg·L-1时诱导效果最好，诱导率高达89.9%。吴秀燕等[10]研究发现6-BA和NAA共同使用对美国流苏茎段不定芽诱导效果较好，诱导率高达86.8%。本试验以MS为基本培养基，通过添加不同浓度6-BA和NAA，对豆瓣菜腋芽进行不定芽的诱导、增殖和生根培养，探讨其试管苗快繁技术途径。经研究得出，以豆瓣菜腋芽为适宜外植体，豆瓣菜腋芽增殖的最适培养基为MS+6-BA0.5mg·L-1+NAA0.25mg·L-1，增殖率为95.2%，试管苗在MS+NAA2.5mg·L-1液体培养基上生根效果较好，在第60d时生根率达到100%，这些可为豆瓣菜的大规模种苗生产提供技术基础。这与张楠等[6]以长度为0.5cm以上的豆瓣菜不定苗转入1/2MS+IAA0.2mg/L生根培养基后，其生根率为100%结果是一致的。叶元英等[5]研究发现，以豆瓣菜匍匐茎的茎节中段扦插成活率高且分枝快，中段茎节不定根长，生长旺盛，这可能与各茎节段不定根的发生和长势有关。
豆瓣菜作为一种从国外引进的水生蔬菜，具有清香可口、营养丰富等特点，同时具有降血糖、抗肿瘤、抗血小板聚集以及抑菌杀菌等药理作用[11-12]，近年来备受关注。因此，豆瓣菜再生体系的建立，在较短时间内获得大量试管苗，对于大规模工厂化生产具有重要意义。此外，本试验采用离体培养技术对水生蔬菜—豆瓣菜进行离体试管保存，该技术在节省大量土地和降低人工成本的同时，又可防止豆瓣菜长期保存于田间而导致品种退化和病虫害感染，确保保存资源的种性不发生改变[13]，对保存优良种质起到重要作用，也为豆瓣菜优良品种的选育提供技术支持。
参考文献
[1]中国科学院中国植物志编辑委员会.中国植物志[M].北京：科技出版社，1999，33：311-312.
[2]Rui M.S. Cruz，Margarida C. Vieira，Cristina L.M. Silva. Effect of heat and thermosonication treatments on peroxidase inactivation kinetics in watercress（Nasturtium officinale）[J].Journal of Food Engineering，2006，72（1）：8-15.
[3]戴立洲.豆瓣菜中化感物质对铜绿微囊藻生长的抑制作用研究[D].无锡：江南大学，2015.
[4]朱丽丽，张路，李换平，等.富营养化水体净化研究进展[J].绿色科技，2017，4：44-46.
[5]叶元英，孔庆东，刘义满，等.豆瓣菜不同茎节扦插繁殖试验[J].长江蔬菜，1998，6：22-23.
[6]张楠，朱姝婉，袁静，等.野生豆瓣菜嫩茎无性系建立的研究[J].天津农业科学，2008，14（1）：17-19.
[7]高健.沉水植物繁殖生理与组培快繁技术研究[D].武汉：华中师范大学，2006.
[8]李霞，陈婷，周月兰.籼粳稻成熟胚愈伤组织培养力的比较[J].南京师范大学学报：自然科学版，2005，28（4）：103–108.
[9]赵杨阳，刘佳钰，马征，等.家独行菜的组织培养与高频再生[J].植物生理学报，2017，53（2）：234–240.
[10]吴秀燕，张鸽香.美国流苏离体胚的组织培养与快速繁殖[J].植物生理学报，2017，53（2）：227-233.
[11]Mousa-AI-Reza Hadjzadeh，Ziba Rajaei，Reyhaneh Moradi， et al.Effects of Hydroalcoholic Extract of Watercress（Nasturtium Officinale）Leaves on Serum Glucose and Lipid Levels In Diabetic Rats[J].Indian journal of physiology and pharmacology，2015，59（2）：223-230.
[12]杨乾展，赵浩如，程景才，等.西洋菜的研究进展[J].河北农业科学，2008，12（4）：22-24.
[13]李良俊，张晓冬，谢科，等.江苏省水生蔬菜优良种质资源的保护及开发利用现状与建议[J].中国农学通报，2005，21（2）：305-311.
（责编：张宏民）